Laporan IHL Acara 2 Faisal A 09375 jaya jaya PDF

Preview

Summary

LAPORAN PRAKTIKUMILMU HEWAN LABORATORIUMACARA II : Merpati dan IkanDisusun oleh :Nama : Faisal AmathistkaNIM : 17/414488/KH/Kelompok : 7Asisten : Fia AmaliaDEPARTEMEN PATOLOGI KLINIKFAKULTAS KEDOKTERAN HEWANUNIVERSITAS GADJAH MADAYOGYAKARTA2020Merpati ( Columba livia)I. TUJUAN PRAKTIKUM Mengetahui c...

Description

LAPORAN PRAKTIKUM ILMU HEWAN LABORATORIUM ACARA II : Merpati dan Ikan

Disusun oleh : Nama

: Faisal Amathistka

NIM

: 17/414488/KH/09375

Kelompok

:7

Asisten

: Fia Amalia

DEPARTEMEN PATOLOGI KLINIK FAKULTAS KEDOKTERAN HEWAN UNIVERSITAS GADJAH MADA YOGYAKARTA 2020

Merpati (Columba livia)

I.

TUJUAN PRAKTIKUM 1. Mengetahui cara handling dan restrain merpati 2. Mengetahui cara sexing, perlakuan dan pengambilan sampel darah 3. Mengetahui sexing pada merpati

II.

TINJAUAN PUSTAKA A. Taksonomi dan Morfologi Merpati 1. Taksonomi Kingdom

: Animalia

Phylum

: Chordata

Class

: Aves

Ordo

: Columbiformes

Famili

: Columbidae

Genus

: Columba

Spesies

: Columba livia

(Haryoto, 1996)

2. Morfologi 

Tubuh diselimuti bulu, terdapat 3 tipe bulu yaitu plumae, plumuale, filoplumae.



Kepala terdapat paruh yang diselubungi oleh zat menanduk dan bagian cakar yang ditutupi oleh kulit.



Nostril yang sebangun ditutup oleh tonjolan kulit lunak yang disebut seroma.

B. Data Fisiologis Merpati Masa hidup Berat badan Telur Telur pertama Lama mengerami Bulu tumbuh

3-4 tahun 239-370 gram 20 butir tiap periode 7-11 hari pasca perkawinan 17 hari 3 minggu

(Haryoto, 1996)

Umur dewasa Umur produktif Usia sapih

4-6 bulan 1 bulan- 5 tahun 1 bulan (haryoto, 1996)

C. Perbedaan Merpati Jantan dan Betina (+Gambar) Jantan Ukuran lebih besar Bulu lebih mengkilat Kloaka dan peritoneum lebih tumpul

Betina Ukuran lebih kecil Bulu kurang mengkilat Kloaka dan peritoneum

Rongga tulang pelvis lebih sempit

runcing Rongga tulang pelvis sebih lebar dan lentur

lebih

sempit/

dan kaku (Maciej et al, 2017)

Gambar 1. Sexing merpati (Maciej et al., 2017) D. Penyakit pada Merpati (min 2) 1. Pilek/Snot : Disebabkan oleh Haemophilus paragallinarum dengan gejala klinis keluar cairan dari hidung / eksudat dan bersin-bersin. 2. Newcastle Disease (ND) : Disebabkan oleh Paramyxovirus dengan gejala letargi, sempoyongan, dan murung. 3. Tricomoniasis : Disebabkan oleh protozoa Trichomonas sp. Dengan gejala klinis kurus, bulu sobek, diare dan sering minum. 4. Koksidiosis : Disebabkan oleh Eimeria columbarum dan Eimeria labbaena. Gejala klinis yang nampak berupa feses bercampur dengan darah, kurus dan mati mendadak. (Widyaningsih et al., 2018) E. Cara Handling pada Merpati (+ gambar) Cara handling merpati yang benar yaitu dengan memegang merpati dengan satu tangan. Lalu jari tengah dan telunjuk menjepit kedua kaki, kemudian ibu jari digunakan untuk memegang sayap dengan menekan dan mengunci sayap agar tidak terbang. (Mangkuwijoyo, 2006)

Gambar 2.Handling merpati (Fowler, 2011) F.

Cara-cara Pengambilan Darah dan Cara Euthanasi Merpati 1) Pengambilan darah a) Vena brachialis : sering digunakan pada berbagai jenis burung untuk injeksi maupun pengambilan darah b) Vena metatarsal medial : terletak di knee joint c) Intracardiaca : volume darah yang didapatkan menggunakan metode ini sangat besar. Merpati harus di anestesi terlebih dahulu. Dilakukan dengan cara menusuk spuit pada sternum costae terakhir sebelah sinister. (Gay, 1995) 2) Euthanasi a) Dislokasi cervis/dekapitasi (fisik) Biasanya menggunakan chopping blade atau pisau tajam. Bisa juga dengan menarik leher dengan 2 tangan secara berlawanan b) Kimiawi Oral >sianida, strichnin, barbiturate, parenteral >injeksi IM/SC, inhalasi >CO2, sianida, ether, chloroform (Gay, 1995)

G. Cara Identifikasi Merpati Untuk merpati yang dikandangkan, merpati bisa dipisahkan dalam tiap kandang, identitas ditulis dan dipasang didepan kandang. Untuk merpati umbaran bisa dengan -

Microchip

-

Ring tag di kaki

-

Pewarnaan dengan pewarna khusus yang bisa diserap oleh bulu merpati (Suparman, 2010)

III.

MATERI METODE A. Materi 1) Alat

: Alat dan Bahan (fungsi)

- Spuit : injeksi dan pengambilan darah - Timbangan : menimbang berat badan - Corong + kapas : anestesi - Tali raffia : restrain burung untuk menimbang berat badan -Gunting, scalpel, blade : nekropsi merpati -Papan lilin : tempat nekropsi 2) Bahan -

Alkohol 70% : Antiseptik, mensterilkan area injeksi

-

Giemsa : Perlakuan secara parenteral

-

Chloroform : anestesi dan euthanasia

B. Metode : Cara Kerja (skematis) 1) Handling : Merpati dipegang >kedua kaki dijepit dengan jari tengah dan telunjuk >ekor dijepit dengan ibu jari 2) Sexing : Merpati dihandling >jantan dan betina dibedakan dengan ciri Jantan : BB besar, kloaka dan bagian perut tumpul, rongga tulang pelvis sempit dan kaku Betina : BB ringan, kloaka dan bagian perut runcing, rongga tulang pelvis lebar dan lentur 3) Penimbangan berat badan : Merpati dihandling >kaki dan sayap merpati diikat >hasil penimbangan dicatat 4) Perlakuan a) Subkutan : Merpati dihandling >tengkuk merpati diangkat >bahan perlakuan diinjeksikan b) Intramuskular dan Intraperitoneal : Merpati dihandling >daerah yang akan diinjeksi dibersihkan dengan alcohol >bahan perlakuan disuntikkan ke musculus (m. pectoralis/ m. bicep femoris) atau pada kiri & kanan umbilicus (kanan/kiri ujung carina sternii) >penyuntikkan dilakukan 5) Pengambilan darah a) Jantung : Merpati dihandling >merpati dianestesi >jarum disuntikkan sinister antara costae 2-3 >darah diambil perlahan b) Merpati dihandling >area injeksi dibersihkan dengan alcohol >jarum dimasukkan v. brachiali/v. metatarsal >darah diambil 6) Anestesi : Merpati dihandling >kepala merpati dimasukkan ke dalam corong anestesi >tunggu kurang lebih 3 menit sampai merpati lemas

7) Euthanasia -

Emboli Intracardiac : Merpati dihandling >palpasi pada dada/thorax mencari denyut jantung >Tusuk jantung dengan spuit 3cc >masukkan udara ke dalam jantung

-

Dislokasi Cervicalis : Merpati dihandling >area leher dipegang dengan 2 tangan secara berlawanan >tarik area leher bersamaan untuk melepas sendi atlantooccipitalis

8) Nekropsi Hewan yang sudah dieuthanasi direbahkan dorsal dan dibasahi >ekstremitas difiksasi dengan jarum >membuka abdomen dengan menggunting peritoneum dari kloaka hingga carina sterni >menggunting ke arah lateral (kanan & kiri) sepanjang costae terakhir >costae digunting untuk membuka dada >amati organ IV.

PEMBAHASAN (Bandingkan dengan video lain) Pada praktikum IHL acara 2 tentang merpati kami melihat video cara pengambilan darah pada unggas (ayam) sebagai pembanding, juga memperlihatkan cara handling dan pengambilan sampel darah pada unggas. Cara pengambilan darah pada merpati bisa dilakukan melalui intravena dan intracardiaca. Cara pengambilan darah intravena melalui vena bracialis/vena metatarsal, hal tersebut sudah sesuai dengan literatur Gay (1995) yaitu pengambilan darah pada unggas bisa melalui vena brachialis hal tersebut juga sudah sesuai dengan video dari Wlid Nature & Veterinary (2018) yaitu pengambilan darah pada ayam bisa melalui vena brachialis bagian sayap. Untuk pengambilan darah intracardiaca merpati dianestesi terlebih dahulu kemudian jarum diinjeksi bagian sinister antara costae 2-3, hal tersebut sudah sesuai dengan literatur dari Gay (1995) merpati harus dianestesi terlebih dahulu kemudian dilakukan dengan cara menusuk spuit pada sternum costae terakhir sebelah sinister. Kemudian menghandling merpati dengan cara memegang merpati kemudian ibu jari dan telunjuk menjepit sayap dan tubuh merpati dan jari telunjuk dan jari tengah menjepit bagian kaki merpati. Hal tersebut sudah sesuai dengan video dari Roy’s Farm and Friends (2020) cara menghandling merpati yaitu menjepit kaki dengan jari telujuk dan menjepit sayap dan badan menggunakan ibu jari, menurut Mangkuwijoyo (2006) yaitu cara menghandling burung merpati dengan memegang merpati menggunakan satu tangan. Lalu jari tengah dan telunjuk menjepit kedua

kaki, kemudian ibu jari digunakan untuk memegang sayap dengan menekan dan mengunci sayap agar tidak terbang.

V.

KESIMPULAN 1. Cara handling dan restrain merpati adalah kedua kaki dijepit dengan jari tengah dan telunjuk, lali ibu jari mengunci ekor dan sayap agar tidak terbang 2. Injeks perlakuan dilakukan pada subkutan, intramuskular, intravena dan intraperitoneal. 3. Pengambilan darah dilakukan lewat jantung maupun vena brachialis

VI.

DAFTAR PUSTAKA (Minimal 2 buku, 2 jurnal diatas tahun 2015, 1 video) Gay, W. I. 1995. Methods of Animal Experimentation. New York : Academic Haryoto. 1996. Beternak Merpati Kipas. Yogyakarta : Kanisius Maciej, M., Joanna, G., Patrycja, F., Arkadiusz, M. 2017. Determining Sex in Pigeons (Columba livia). WSN 73 (2) : 109-114 Mangkuwijoyo, S. 2006. Hewan Laboratorium dalam Penelitian Biomedik. Yogyakarta : UGM Press Roy’s

Farm

and

Friends.

2020.

Proper

way

of

https://www.youtube.com/watch?v=UYljV0OvHwU

handling

pigeons.

diakses pada 23

April 2020 Suparman. 2010. Cara Beternak Merpati. Jakarta : JP Books. Widyaningsih, F., Yunus, M., Rimayanti, Koesdarto, S., Suwati, L. T., Sunarso, A. 2018. Prevalensi Protozoa Saluran Cerna Burung Merpati (Columba livia) pada Pemeliharaan Ekstensif dan Intensif di Surabaya. Journal of Parasite Science 2 (2) : 71 – 76 Wild Nature & Veterinary. 2018. Poultry Blood Collection for Testing, Blood Drawing. https://www.youtube.com/watch?v=LkgMZM0-A7o diakses pada 23 April 2020

Ikan Nila (Oreochomis sp.)

I.

TUJUAN PRAKTIKUM 1. Mengetahui cara handling dan restrain pada ikan nila merah 2. Mengetahui cara sexing pada ikan nila merah 3. Mengetahui cara pengambilan darah pada ika nila merah 4. Mengetahui cara pemberian perlakuan pada ikan nila merah 5. Mengetahui anestesi dan etanasi pada ikan nila merah

II.

TINJAUAN PUSTAKA A. Taksonomi dan Anatomi Ikan 1. Taksonomi Kingdom Phylum Subphylum Class Ordo Subordo Family Genus Spesies

Animalia Chordata Vertebrata Acanthropterigli Percomorphy Percaidae Cichildae Oreochromis Oreochomis sp. (Rukmana, 1997)

2. Anatomi ikan  Bentuk tubuh panjang dan ramping dengan sisik berukuran besar.  Matanya besar, menonjol, dan bagian tepinya berwarna putih.  Gurat sisi (linea lateralis) terputus dibagian tengah badan kemudian berlanjut, tetapi letaknya lebih kebawah daripada letak garis yang memanjang di atas sirip dada.  Mempunyai lima buah sirip, yakni sirip punggung/dorsal fin, sirip dada (pectoral fin), sirip perut (ventral fin), sirip anus (anal fin), dan sirip ekor (caudal fin). Sirip dada dan sirip perut berjumlah sepasang, sedangkan sirip punggung, sirip anus, dan sirip ekor berjumlah satu. (Kharuman dan amri, 2013) B. Data Fisiologis Ikan Umur dewasa Berat dewasa

5-9 Bulan 200-500 gram

Siklus pijah Jumlah sisik Benih dewasa Pijah pertama Banyak telur Suhu optimal Kadar garam

6-7 kali setahun 34 pada gurat sisik 4-5 bulan Saat BB 150 gram 50-60 detik 25-28ºC 35% (Rukmana, 1997)

C. Perbedaan Ikan Jantan dan Betina (+Gambar) Jantan Betina Ukuran sisik lebih lebar Ukuran sisik lebih kecil Sisik di bagian bawah dagu dan perut Sisik di bagian bawah dagu dan perut berwarna gelap Sirip punggung

dan

sirip

ekor

berwarna cerah Sirip punggung

dan

sirip

merupakan garis-garis yang terputus-

bergaris

putus Bila bagian

melingkar Bila bagian perut diurut tidak akan

perut

mengeluarkan

diurut

cairan

akan

berwarna

bening

menyambung

ekor

mengeluarkan

cairan

serta

berwarna

bening (Rukmana, 1997) Jantan

Betina

Gambar 1. Sexing ikan jantan dan ikan betina (Khairuman dan Amri., 2013) D. Penyakit pada Ikan (min 2) 1. White Spot Disease : Disebabkan oleh Ichthyopthirius multifilis, gejala yang timbul akan membentuk bitnik putih pada permukaan tubuhnya dengan diameter 0,5-1mm dapat merusak fungsi insang 2. Red Shore Disease : Disebabkan oleh Aeromonas hydrophila, gejala klinis yang timbul yaitu warna kulit gelap, hemorragi merah irregular di permukaan tubuh dan dasar sirip, asites. (Schultz, 2009) E. Cara Handling pada Ikan (+ gambar)

Cara handling dilakukan dengan kedua tangan, sebelumnya kita dapat membasahi tangan terlebih dahulu karena beberapa ikan mempunyai lapisan lendir yang tebal (mekanisme perlindungan tubuh dari patogen). Tangan yang basah akan mengurangi pengeluaran lendir pada ikan. Pada ikan yang baru ditangkap dapat dihandling dengan cara dibantu dengan barbles book. Selanjutnya ikan dipegang di daerah kepala atau sedikit di belakang kepala dan dipegang pula bagian belakang dekat dengan ekor untuk membatasi gerak ikan. (Vincentini, 2015)

Gambar 5. Handling ikan (Smith, 2019) F.

Cara Identifikasi Ikan Kriteria identifikasi pada ikan didasarkan pada spesies dan sistem housin. Metode identifikasi yang tersedia untuk spesies akuatik antara lain : 1. Fin dipping

5. Injeksi subkutan

2. Microchip

6. Elastometrik

3. Test genetic

7. Material lain

4. Penanda identifikasi

(Charman, 2013)

G. Teknik Injeksi Parenteral pada Ikan 1. Intramuskular Injeksi intramuscular dilakukan hanya pada ikan dengan ukuran panjang kurang lebih 13 cm. Lokasi terbaik untuk injeksi intramuscular adalah di bagian otot dorsal, lateral dorsal fin.

(Aral dan Dogu,

2011) 2. Intraperitoneal Ikan harus dipuasakan terlebih dahulu selama 24 jam sebelum perlakuan injeksi, karena bila terjadi kegagalan injeksi maka bisa menyebabkan

peritonitis. Lokasi dari injeksi intraperitoneal adalah di antara pelvic fins dan anus. Injeksi harus dilakukan didekat ventral midline, dan jangan ditusukkan terlalu jauh agar tidak merusak organ pencernaan.

(Noga, 2010)

H. Cara-cara Pengambilan Darah dan Cara Euthanasi Ikan 1. Pengambilan sampel darah a. Arteri caudalis Pengambilan

darah

pada

arteri

caudalis

dilakukan

dengan

menghandling ikan, lalu ditusukkan pada daerah di bawah linea lateralis dekat dengan pinna caudalis hingga menusuk vertebrae lalu ambil darah b. Aorta descendens Dilakukan dengan menghandling ikan lalu tusukkan spuit 3cc ke palatum dorsalis di mulut ikan yang dalam, lalu tarik spuit hingga darah keluar c. Intracardiac Caranya yaitu dengan menghandling ikan terlebih dahulu, kemudian direbahkan ventral. Tusukkan spuit pada jantung yaitu pada garis medial ventral diantara penutup insang (operculum). Spuit ditarik sampai keluar darah. (Wolfensohn, 2013) 2. Cara Euthanasi Ikan a. Zat Kimia Menggunakan campuran minyak cengkeh dengan air (3 tetes/ 1liter air). Ikan dicelupkan dan diamkan beberapa saat b. Dekapitasi Memotong kepala di articulation atlanto-occipital c. Electrical shock Digunakan untuk ikan dengan jumlah banyak d. Imersi nitrogen cair Dilakukan khusus untuk ikan berukuran kecil ( bagian ekor dipegang dengan tangan kiri > bagian kepala menghadap operator > pinna dorsal diarahkan ke belakang 2. Penimbangan : ikan dihandiling > meletakkan ikan di atas timbangan > catat hasil 3. Sexing : dilakukan pengamatan jenis kelamin yang meliputi warna badan, gerak badan, bentuk rahang belakang, ukuran abdomen, pengurutan bagian perut (kalua jantan akan keluar cairan) 4. Injeksi a. Intramuskular : ikan dihandling > menyuntikkan bahan perlakuan ke daerah muskulus epaksial dan m. hepaksial b. Intraperitoneal : ikan dihandiling > menyuntikkan bahan perlakuan di daerah abdomen diantara pinnae abdominalis 5. Pengambilan darah a. Arteri caudalis : ikan di handling > memasukkan jarum pada linea lateralis sampai menembus tulang vertebrae > Tarik spuit sampai darah keluar b. Intracardiac : ikan dihandling > ikan dianestesi > jarum disuntikkan di garis medial 0,5-1 cm cranial antara operculum dorsokaudal, membentuk sudut 45º > ambil darah c. Aorta descenden : handling ikan > jarum disuntikkan sekitar 10 cm garis medial, palatum atas ruang kerongkongan > ambil darah 6. Anestesi dan euthanasi : meneteskan minyak cengkeh (3 tetes) ke dalam 1 liter

air > ikan dimasukkan ke dalam air > tunggu beberapa saat

7. Nekropsi : Ikan yang telah dieuthanasi direbahkan ventral > ruang abdomen dibuka dari kloaka ke cranial membentuk parabola ke caudal > amati perubahan organ

IV.

PEMBAHASAN (Bandingkan dengan video lain) pada praktikum acara 2 IHL melihat video tentang handling ikan, cara pengambilan darah dan Teknik sedasi. Metode handling pada ikan dilakukan dengan bantuan jaring untuk menangkap ikan dan agar tidak melukai ikan, kemudian dilakukan pemeriksaan harus menggunakan glove steril. Cara menghandling ikan dengan menutup bagian mata ikan agar tenang kemudian tangan kanan melakukan pemeriksaan, hal tersebut sesuai dengan pendapat Fowler (2011) bahwa jaring ikan merupakan alat utama untuk handling ikan. Fungsinya untuk menggiring ikan ke tempat yang lebih sempit untuk dilakukan pemeriksaan lebih dekat. Selanjutnya dilakukan anestesi pada ikan pada video, teknik sedasi yang dilakukan adalah dengan menggunakan MS-222 untuk bahan anestesinya dan baking soda untuk buffer air agar tidak terlalu asam dengan perbandingan MS-222 : Baking soda (1:2). Hal tersebut sudah sesuai dengan pendapat Maraja et al. (2017) bahwa zat zat yang dapat digunakan untuk anestesi ikan adalah MS-222, CO2, quinaldine, serta bahan alami seperti ekstrak biji karet dan ekstrak cengkeh. Hal tersebut juga sesuai dengan pendapat dari video Depot Robet Channel (2019) cara membius ikan nila yaitu dengan menggunakan minyak cengkeh 2-3 tetes. Kemudian cara pengambilan sampel darah ikan dilakukan pada bagian arteri caudalis dibawah linea lateralis ikan bagian pinna caudalis lalu ditusukkan menuju vertebrae sampai darah keluar, hal tersebut sesuai dengan video dari TheFishVetDrLoh (2013) yaitu mengambil sampel darah pada ikan bisa dilakukan pada bagian caudal ikan tepatnya di arteri caudalis dibawah linea lateralis, dan spuit ditusukan pada bagian ventral tubuh ikan menuju vertebrae. Hal tersebut juga sesuai dengan literatur dari Wolfensohn (2013) bahwa pengambilan darah ikan dilakukan di arteri caudalis dengan cara menusukkan jarum di daerah linea lateralis ikan sampai mengenai vertebrae lalu ambil sampel darahnya.

V.

KESIMPULAN 1. Handling dan restrain ikan dilakukan dengan memegang daerah kepala dan ekor untuk membatasi gerak dan sirip dorsal diarahkan ke caudal/

2. Pemberian

perlakuan

dapat

dilakukan

melalui

intramuskular

dan

intraperitoneal . 3. Pengambilan darah dapat dilakukan melalui aorta dorsalis, arteri caudalis, dan langsung melalui jantung 4. Anestesi dan euthanasi dapat dilakukan dengan memasukkan ikan pada satu liter air yang telah dicampur minyak cengkeh sebanyak tiga tetes.

VI.

DAFTAR PUSTAKA (Minimal 2 buku, 2 jurnal diatas tahun 2015, 1 video) Aral, F. E. S, dan Dogu, Z. 2011. Embryonic and Larval Development of Freshwater Fish. Croatia : Intech Open. Charman, O. 2013. Budidaya Ikan Nila. Jakarta : Agromedia. Depot

Robet

Channel.

2019.

Tips

membius

ikan

NILA.

https://www.youtube.com/watch?v=se23Xcn7IPI diakses p...