Tinción de Pas y Gomori PDF

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fundamento, generalidades, procedimiento, reactivos, soluciones y resultados...

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Estancia Técnica

Fundamento La reacción de la técnica de PAS se basa en la demostración de monosacáridos y glucógeno. La primera reacción en la tinción implica la acción del ácido peryódico como agente oxidante para oxidar los enlaces carbono-carbono entre dos grupos hidroxilo adyacente. Se liberan grupos aldehído que se detectan por el reactivo de Schiff (Parry N., 2012). En la segunda reacción, la sección de tejido reacciona con el reactivo de Schiff. Éste comprende una mezcla de fucsina básica, ácido clorhídrico, y metabisulfito de sodio dando como resultado un ácido inestable que es incoloro, y en la presencia de los aldehídos adquiere un color purpura (García Espinoza, Campal Rubio, & Crespo González, 2015, pág. 190). La intensidad del color es proporcional a la concentración de grupos hidroxilo originalmente presentes en las unidades de monosacárido (Parry N., 2012). A continuación, la Hematoxilina se utiliza típicamente como una tinción de contraste para visualizar otros elementos en el tejido. En esta tinción se demuestra compuestos como los mucopolisacáridos y glucógeno para delimitar las membranas basales y poder evidenciar más a la mayoría de los parásitos y hongos (Ceccotti, Sforza, Carzoglio, Luberti, & Flichman, 2007, pág. 67).

Generalidades La reacción de ácido peryódico-Schiff, término introducido por Hotchkiss y McManus, es uno de los métodos histoquímicos más ampliamente utilizados. El mecanismo de coloración de la tinción de PAS no es como la de los colorantes habituales, sólo por afinidad eléctrica, sino que es una tinción histoquímica, es decir, inicialmente se realiza una modificación química en el tejido previa a su coloración, y es el ácido peryódico el que lleva a cabo esta reacción

Técnica En el laboratorio de Anatomía Patológica del Hospital de Especialidades Eugenio Espejo se realiza la tinción de PAS siguiendo el procedimiento del manual del Instituto de Patología de Fuerzas Armadas “AFIP” Técnica en secciones de tejidos • Desparafinar y luego hidratar hasta el agua destilada. • Realizar la Oxidación con ácido peryódico durante 5 min. (10 min) • Enjuagar con agua destilada. • Ponemos el reactivo de Schiff de Coleman durante 15 min. (30 min) • Lavar con agua tibia normal durante10 min. • Para el contraste se usa Hematoxilina de Mayer durante 15 min o a su vez la Hematoxilina de Harris durante 6 min. (1 min) • Lavar con agua corriente durante 15 min. (8 min) Barrios Hernandez Laura

Estancia Técnica • •

Deshidratar y aclarar con alcohol al 95% o alcohol absoluto y xileno con dos cambios por dos minutos cada uno. Realizar el montaje con un medio de resina (Instituto de Patología de las Fuerza Armadas de los Estados Unidos de América, 1995, págs. 153, 154)

Reactivos Los reactivos necesarios usados en la tinción PAS se basan en el manual del “AFIP” (Instituto de Patología de las Fuerza Armadas de los Estados Unidos de América) utilizado en el laboratorio de Anatomía Patológica del Hospital de Especialidades Eugenio Espejo. (2015) Solución de ácido Peryódico 5% • • •

Solución de ácido clorhídrico 1N Reactivo de Schiff de Coleman Solución Hematoxilina de MAYER o la solución de Hematoxilina de HARRIS (Instituto de Patología de las Fuerza Armadas de los Estados Unidos de América, 1995, pág. 153).

Soluciones 1. Solución Acido Peryódico al 5% Ácido peryódico 0.5g Agua destilada 100 ml 2. Solución de Acido Clorhídrico 1N Acido clorhídrico, g. esp. 1.19 (83. 5 ml) Agua destilada 916.5 ml 3. Reactivo Schiff de Coleman Fucsina básica 1g Agua destilada, calentar a 60°C (200 ml) Llevar a punto de ebullición Dejarlo enfriar y luego agregar Metabisulfito de potasio 2g Acido clorhídrico 1N (10 ml) Dejarlo aclarar durante 24hrs y luego agregar Carbón activado 0.5g Agitar durante 1 minuto, luego filtrarlo a través de papel filtro grueso. Repetir la filtración hasta que la solución aparezca incolora. Mantener en la refrigeradora

Resultados Los resultados de la Tinción PAS son basados en la descripción del “AFIP” utilizado en el del laboratorio de Anatomía Patológica del Hospital de Especialidades Eugenio Espejo Las mucinas el glucógeno y membranas basales............................rojo a purpura Hongos.................................................................................rojo a purpura Núcleos..............................................................................................azul (Instituto de Patología de las Fuerza Armadas de los Estados Unidos de América, 1995, pág. 154)

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Estancia Técnica

Fundamento Esta técnica combina un colorante plasmático (cromotropo 2R) y un colorante de fibras conectivas (verde luz/azul de anilina) en una solución de ácido fosfotúngstico y ácido acético glacial. El tratamiento previo de las secciones con solución de Bouin caliente intensifica la tinción.

Generalidades Entre las coloraciones especiales para hongos, la plata metenaminas de Gomori. La reacción tintorial está basada en que presencia de ácido crómico, los grupos hidroxilo de lo polisacáridos de la pared celular de los hongos son oxidados a aldehídos; estos a su vez, reducen el complejo nitrato-plata metenamina produciendo la coloración café a negra, debido de la plata reducida en los lugares de localización de los aldehídos.

Técnica • • • • • • • • • • •

Desparafinar e hidratar. Realizar mordentaje en líquido de Bouin durante 1 hora a 56 ºC o 24 horas a Tªambiente. Lavar en agua destilada hasta que desaparezca el color amarillo. Teñir con hematoxilina de Weigert (ver variantes) durante 10-13 minutos. Realizar un lavado prolongado con agua corriente. Teñir con la solución tricrómica durante 15 minutos. Diferenciar en la solución de ácido acético al 0,5% durante 15 s (se puede utilizar también ácido acético al 1%) Si las secciones son muy rojas, se diferenciará con una solución de ácido acético al 1%, a la cual se le agregarán 0,7 gr de ácido fosfotungstico. Lavar en agua destilada. Teñir con la solución de verde luz durante 20 o 30 s (ver variantes). Deshidratar con alcoholes, aclarar con xileno y montar.

Soluciones •

Solución tricrómica:

–0,6 g de cromotropo 2R. –0,3 g Verde luz –1 cc de ácido acético glacial. –100 cc de agua destilada. –0,8 g de ácido fosfotúngstico

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Estancia Técnica •

Solución verde luz (el verde luz puede ser sustituido por el azul de anilina):

–5 g de verde luz. –250 cc de agua destilada. –2 cc de ácido acético. • •

Solución acuosa de ácido acético al 0,5%. Solución diaria de hematoxilina férrica de Weigert: • Solución matriz A: –1,0 g de hematoxilina de Weigert en 100 ml de etanol al 95%. •

Solución matriz B:

–4,0 g de cloruro férrico al 29%. –95 ml de agua destilada. –1 ml de ácido clorhídrico concentrado. Se deben utilizar a partes iguales cada una de las soluciones matrices. La solución diaria de la hematoxilina de Weigert puede reutilizarse durante aproximadamente 2 semanas. La hematoxilina de Weigert puede ser sustituida por la hematoxilina de cromo de Gomori.

Resultados Fibras musculares, fibrina y citoplasma: rojo. Colágeno, cartílago, mucinas y membrana basales: verde. Núcleos: azul negruzco.

Bibliografía: https://www.medigraphic.com/pdfs/cosmetica/dcm-2018/dcm182o.pdf http://www.dspace.uce.edu.ec/bitstream/25000/8079/1/T-UCE-0006-005.pdf

file:///C:/Users/a/AppData/Local/Temp/Tincion_de_hongos.pdf https://www.academia.edu/34993807/Tincion_de_hongos http://melissapuentes.weebly.com/uploads/1/1/0/9/11098901/musculo.pdf

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