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Tema 3. Pigmentos fotosintéticos. Índice: 1. 2. 3. 4. 5.

Estructura y distribución de los pigmentos fotosintéticos Clorofilas Carotenoides Ficobilinas Ruta de biosíntesis de las clorofilas 5.1.Regulación de la ruta de biosíntesis 6. Ruta de biosíntesis de los carotenoides 7. Ciclo de las xantofilas 7.1.Des-epoxidación 7.2.Epoxidación

1. Estructura y distribución de los pigmentos fotosintéticos: Los pigmentos fotosintéticos son los encargados de recibir la energía luminosa y transformarla en energía química para sintetizar los constituyentes celulares. El objetivo de este tema es estudiar los distintos pigmentos como moléculas fotorreceptoras de energía para la fotosíntesis. Todas las células fotosintéticas, sobre todo de las plantas superiores y las cianobacterias, contienen algún tipo de clorofila: clorofila a y clorofila b. Las bacterias fotosintéticas tienen bacterioclorofilas que tienen una estructura diferente. Además, existen otros pigmentos accesorios que son los carotenoides y las ficobilinas. Las clorofilas son verdes, las ficobilinas rojas o azules y los carotenoides son amarillos y naranjas. Las clorofilas y los carotenoides se disuelven en disolventes orgánicos (apolares) y las ficobilinas se disuelven en agua (disolventes polares). En la imagen podemos observar las estructuras fundamentales de los pigmentos. A. Las CLOROFILAS tienen un anillo tetrapirrólico con un átomo de magnesio coordinado en el centro. Presentan una cola larga hidrocarbonada hidrofóbica que se ancla a la membrana fotosintética. B. Los CAROTENOS son poliisoprenoides, polienos lineales, concretamente tetraterpenos de 40 átomos de C. Sirven tanto de pigmento antena como agentes fotoprotectores. C. Las FICOBILINAS son tetrapirroles de cadena abierta, que se encuentran en estructuras de las antenas denominadas ficobilinas, presentes en cianobacterias y algas rojas. Tienen la misma ruta de biosíntesis que el anillo tetrapirrólico de las clorofilas.

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! La existencia de dobles enlaces conjugados, tanto en la porfirina como en los carotenoides y ficobilinas, son los responsables de captar la energía. Debido a las vibraciones de los electrones captan distintas longitudes de onda, que van a determinar que después se produzcan las respuestas fotosintéticas. El anillo tipo porfirina es el sitio donde se produce los reordenamientos electrónicos cuando la clorofila es excitada, y del par de electrones desapareados cuando es oxidada o reducida. Las clorofilas se diferencian principalmente en los sustituyentes del anillo y en el patrón de dobles enlaces.

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! 2. Clorofilas: Están constituidas por cuatro anillos pirrólicos formando un macrociclo plano con distintos sustituyentes. En medio del tetrapirrol hay un átomo de magnesio unido a los nitrógenos mediante dos enlaces covalentes y dos enlaces de coordinación. Hay un quinto anillo (ciclopentanona) unido al anillo III del tetrapirrol. Unido al anillo IV, a través de un éster con un residuo de ácido propiónico, encontramos una cola hidrofóbica de fitol, que tiene origen en la ruta de biosíntesis de los terpenoides y que da las características hidrofóbicas de las clorofilas. Esta cola de fitol es lo que permite que las clorofilas se inserten en las membranas de los tilacoides de los cloroplastos. Se distinguen DOS TIPOS de clorofilas: a y b. -

La clorofila a tiene un grupo -CH3 en el carbono 3 del anillo II La clorofila b tiene un formilo, -CHO en el carbono 3 del anillo II.

Esto hace que los espectros de absorción varíen. Cuando se extraen las clorofilas en éter de petróleo, los máximos de absorción de la clorofila a en el azul es a 420 nm y en el rojo a 663 nm, mientras que en la clorofila b los máximos de absorción son 430 nm en el azul y 644 nm en el rojo. Si el medio de extracción es distinto, los espectros pueden variar. Cl a: C55H72O5N4Mg; Pm = 892 g/mol Cl b: C55H70O6N4Mg; Pm = 906.3 g/mol

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! Las clorofilas representan entre el 1% y el 2% del peso seco (DW) de las células vegetales. Las clorofilas se separaron por primera vez con una cromatografía en columna con inulina (fructanos). La estructura de la clorofila fue propuesta los Willstater en 1905, lo que le valió el premio Nobel en 1915. Normalmente las plantas superiores, tienen una mayoría de clorofila a (3:1). En la imagen se observa la estructura plana de la clorofila y la estructura tridimensional. Cuando por hidrólisis se libera la cola de fitol, a esa molécula se le llama CLOROFILIDA y si pierde el magnesio, hablamos de FEOFITINA. En el proceso de extracción de las clorofilas, parte de las clorofilas pueden perder el magnesio, por lo que aparece una banda que corresponde a la feofitina. Sin embargo, también existen feofitinas dentro del PSII que participan como un intermediario que participa en la fase luminosa de la fotosíntesis.

Además de la clorofila a y b, también existen otras clorofilas con estructuras algo diferentes. Por ejemplo la clorofila c, típica de algas pardas, diatomeas y dinoflagelados. Se diferencia de la a y la b por algunos sustituyentes que no son de importancia. Otra diferencia fundamental es que esta clorofila NO tiene la cola de fitol sino que tiene un residuo de ácido propenoico (acrilil). El máximo de absorción de la clorofila c está en 447, 579 y 627 nm. Las algas rojas y cianobacterias tienen clorofila d que se diferencia porque tienen un residuo carboxílico en el anillo 1 en lugar de un residuo de vinilo. Las bacterias fotosintéticas tienen bacterioclorofila que también es algo diferente. Error en la imagen, en la molécula de la bacterioclorofila a, señalado con una flecha azul: el doble enlace debería ser un enlace sencillo. Otra diferencia entre la clorofila a y b y la clorofila c es que en el anillo 4 en la clorofila c el anillo se encuentra oxidado mientras que en la a y b se encuentra reducido.

En la siguiente imagen, se pueden observar los espectros de absorción las distintas clorofilas extraídas en éter de petróleo. Las bacterioclorofilas tienen un espectro más amplio.

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Arriba izq: Clorofila b Arriba drch: Clorofila c Centro izq: Clorofila d Centro medio: Bacterioclorofila b Centro drch: Bacterioclorofila a Abajo izq: Clorofila de Chlorobium

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3. Carotenoides: Además de las clorofilas, existen pigmentos accesorios como los carotenoides. Los carotenoides son tetraterpenos (40C) que se sintetizan a partir del isopentenil pirofosfato. Hay carotenoides de dos tipos, carotenos y xantofilas. Los carotenos constan exclusivamente de C y H, mientras que las xantofilas también poseen O. Tienen un color amarillo-naranja. Presentan un espectro de absorción entre 450 y 490 nm. Lo que los caracteriza es que la energía que absorben no se utiliza directamente para la fotosíntesis sino que se transfiere a las clorofilas. Los carotenoides de plantas superiores más abundantes son el β-caroteno, la luteína, la neoxantina, violaxantina, etc. En el caso de las cianobacterias tienen además equinenona y las eugienofitas tienen diadinoxantina. La gran cantidad de carotenoides indican que han ido surgiendo organismos que utilizan distintas moléculas para captar la energía luminosa y después utilizarla para la fotosíntesis. Únicamente el α-Caroteno y β-Caroteno pertenecen a la familia de los carotenos. El resto de carotenoides pertenecen a la familia de las xantofilas. Además, los carotenoides ejercen un EFECTO FOTOPROTECTOR. Hay situaciones en las que puede haber un exceso de entrada de energía respecto a la capacidad que tiene el organismo en utilizar esa energía. Por tanto, se pueden generar ROS (Especies reactivas del oxígeno), que tienen efectos de degradación en las membranas. A través de las xantofilas y carotenoides, se disipa ese exceso de energía en forma de calor y se impide que se forme el singlete de oxígeno o radicales superóxido, que pueden ser tóxicos.

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4. Ficobilinas: Las algas rojas y las cianobacterias tienen además unos pigmentos accesorios llamados ficobilinas, que se parecen a los compuestos biliares. Están formados por tetrapirroles, al igual que las clorofilas pero tienen el anillo abierto. Están unidos a proteínas a través de enlaces tioéter en los residuos de cisteína. Hay de dos tipos, las ficocianobilinas (azules) y las ficoeritrobilina (roja). La diferencia está en un doble enlace que se encuentra entre el tercer y cuarto ciclo. Los máximos de absorción están entre 480 y 670 nm, lo cual corresponde al color verde. Por ejemplo, las clorofilas son verdes porque no absorben en ese rango, sin embargo, las ficobilinas sí. Esto permite que los organismos que tienen estos pigmentos accesorios pueden vivir en lugares donde otros no sobrevivirían. En la siguiente imagen, se observan los espectros de absorción de los pigmentos accesorios.

Si superponemos este espectro con el de las clorofilas y bacterioclorofilas, vemos que se amplía la posibilidad de utilizar todo el rango del espectro visible para obtener energía a través de estos pigmentos.

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! En la siguiente tabla encontramos un resumen de la distribución de los pigmentos en diferentes organismos. Como se puede observar, la clorofila a es común a todos los organismos fotosintéticos eucariotas y se puede observar también en algunas bacterias, como las cianobacterias y las bacterias verdes. El resto de bacterias presentan bacterioclorofilas de distinto tipo. Las plantas superiores tienen clorofila b, las diatomeas, dinoflagelados y algas pardas tienen clorofila c y las algas rojas y las cianobacterias tienen clorofila d. Por otro lado, casi todos los organismos tienen algún tipo de carotenoide. Las algas rojas y cianobacterias tienen ficobiliproteínas.

5. Ruta de biosíntesis de las clorofilas: En el caso de las platas superiores, las porfirinas que forman el anillo tetrapirrol que va a ser parte de la síntesis de clorofilas (también del grupo hemo), se sintetizan a partir de glutamato, mientras que la síntesis del grupo hemo de los citocromos en animales se realiza a partir del succinil-CoA y la glicina. Un intermediario muy importante de la síntesis de clorofilas es el Ácido δ-Aminolevulínico. Este se sintetiza a partir del glutamato, para ello el glutamato pasa a glutamato semialdehído, sin embargo esta trasformación del grupo carboxilo (glutamato) a aldehído (glutamato semialdehído) no se puede llevar a cabo directamente ya que la diferencia de potencial redox entre el grupo carboxilo y el aldehído es muy elevada. Para que esta trasformación tenga lugar, se tiene que activar primero el glutamato. Esta activación se da mediante la unión del aminoácido a un tRNA para dar lugar a glutamil-tRNA gracias a la glutamiltRNA sintetasa consumiendo ATP (esta activación del glutamato es igual a la activación de los aminoácidos en la síntesis de proteínas). Una vez activado el glutamato se puede producir la reducción del grupo carboxilo a aldehído por la glutamil-tRNA reductasa consumiéndose NADPH.

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! Posteriormente se produce una reacción de transaminación intramolecular, donde el grupo amino del glutamato semialdehído se transfiere a otro carbono gracias a glutamato semialdehído aminotransferasa utilizando como cofactor piridoxal fosfato. Con esta reacción se forma el ácido δ-Aminolevulínico. A partir de este se va a formar la protoporfirina IX. Para formar la PROTOPORFIRINA IX a partir del ácido δ-Aminolevulínico, ocurren una serie de etapas: Primero la δ-Aminolevulinato deshidratasa une dos moléculas de ácido δ-Aminolevulínico para formar el primer anillo pirrólico, el porfobirinógeno, en una reacción de deshidratación, donde se liberan dos moléculas de agua. Segundo se juntan 4 moléculas de porfobirinógeno para dar la una estructura intermediaria de los 4 anillos del tetrapirrol, mediante reacciones de desaminación donde se liberan 4 grupos aminos. Tercero se cicla el tetrapirrol para dar lugar al uroporfirinógeno que tras diversas reacciones de descarboxilación y oxidación se obtiene las protoporfirina IX. A partir de la protoporfirina IX se bifurca la ruta: •

Si se incorpora Mg por acción de la magnesio quelatasa vamos a obtener la PROTOPORFIRINA IX MAGNÉSICA.

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Si se incorpora Fe mediante la ferroquelatasa obtendremos un PROTOHEMO (inicio de la síntesis del grupo hemo)

Una vez se ha incorporado el Mg se producen una serie de reacciones para formar el quinto anillo de ciclopentanona. A partir de la protoporfirina IX Mg se va a obtener la protoclorofilida, que después será reducida por acción de la protoclorofilida reductasa y el NADPH, para dar clorofilida. Esta etapa es muy importante, ya que es una reacción que requiere luz (radiación de 650 nm). Por este motivo las plantas que crecen en la oscuridad no son verdes, son amarillentas, y se denominan plantas etioladas. Existe una excepción a esto que son las gimnospermas (pinos) que si son capaces de sintetizar clorofila en la oscuridad. Esto sugiere la existencia de un enzima que pueda transformar protoclorofilida en clorofilida independientemente de la luz. A esta clorofilida se incorpora el fitol (fitol-PP), con liberación de PPi. De esta forma se obtiene la CLOROFILA A, que por procesos de oxidación puede dar lugar a la clorofila b.

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*Como se ha visto la síntesis de clorofila comparte muchas etapas con la síntesis del grupo hemo. Un grupo hemo muy importante en fisiología humana es el de la hemoglobina. Problemas en la síntesis de grupos hemo pueden dar lugar a algunas enfermedades como la porfiria que es una enfermedad que se produce por la inhibición de alguna enzima de la síntesis de hemoglobina, por lo que no se sintetiza hemoglobina en cantidad suficiente y además pueden acumularse algunos intermediarios de la síntesis del hemo, como pueden ser el porfobirinógeno que producen manchas en la piel.

Regulación de la ruta de biosíntesis. Como ya se ha visto antes esta ruta tiene elementos de control importantes como la presencia de la luz en la conversión de protoclorofilida en clorofilida. Sin embargo existen otras formas de regulación: •

Una acumulación de clorofilida inhibe la síntesis de ácido δ-Aminolevulínico, lo mismo ocurre con la acumulación de protohemo.

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Si se acumula protoclorofilida (sobre todo en ausencia de la luz) o clorofilida estas inhiben a la Magnesio quelatasa y se detiene la ruta de biosíntesis de la clorofila

Esta regulación es importante ya que por ejemplo si se acumula mucha clorofilida sin unirse al fitol. Esta clorofilida excitada puede ser toxica y afecta a la mayoría de las membranas.

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! Tambien el exceso de hierro en una planta puede inhibir la síntesis de clorofilas ya que el hierro compite con el magnesio por la protoporfirina IX desplazando la balanza hacia la síntesis de protohemo. Estos procesos de regulación son importantes, ya que si se acumula algún intermediario de la síntesis de clorofilas, este podría producir procesos de fotoxidación y dañar a las membranas. La síntesis de la clorofila al igual que la de los carotenoides tiene lugar en los plastidios (cloroplastos), aunque muchas de las enzimas que catalizan pasos de esta síntesis se encuentran codificados en el núcleo y se sintetizan en los ribosomas citoplasmáticos. Esto ocurre no sólo en la síntesis de clorofila, si no que muchas de las proteínas que participan en la cadena de transporte electrónico fotosintético también se sintetizan en el núcleo.

6. Ruta de biosíntesis de los carotenoides: Inicialmente se pensaba que todos los terpenoides (los carotenoides son tetraterpenos: isoprenos de 40 C) se sintetizaban a partir de la condensación de 3 moléculas de acetil-CoA. Posteriormente se ha descubierto que en las células vegetales coexisten dos rutas para la síntesis de terpenoides: •

La CITOSÓLICA, que parte del acetil-CoA y es la vía del mevalonato.

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La PLASTIDIAL, que parte de la unión de gliceraldehído-3P y piruvato, para dar el intermediario metil-ertitritol-fosfato.

Como los carotenoides se sintetizan en los plastidios, la ruta básica de síntesis es la plastidial o del metil-ertitritol-fosfato. Esto no quiere decir no se use la vía citosólica; otros terpenoides de las células vegetales se sinteticen por esta vía, como algunas hormonas. Por lo tanto podemos decir que la síntesis de estos terpenoides será de la siguiente manera •

Vía citosólica: 3 moléculas de Acetil-CoA se condensan para dar mevalonato y sintetizar isopentenil-PP.

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Vía plastidial: Se unen el gliceraldehído 3P y piruvato, para dar metil-ertitritol-fosfato, a partir del cual se obtiene el isopentenil-PP.

En ambas rutas se obtiene isopentenil-PP, que puede isomerizarse a dimetilalil-PP, que son unidades de isopreno y hemiterpenos (C5). La condensación de esas dos moléculas nos va a dar geranil-PP que es un monoterpeno (C10). El geranil-PP se une a otra molecula de isopentenil-PP para dar farnesil-PP (Sesquiterpeno C15) A partir del farnesil-PP (C15) se puede unir otro para dar lugar a los triterpenos (C30) que son puntos de partida para la síntesis de hormonas esteroideas, como brasinoesteroides, que son hormonas vegetales implicadas en el desarrollo. Tambien se puede unir al farnesil-PP otro isopentenil-PP mediante las prenil transferasas para dar lugar a una molecula de geranilgeranilPP (diterpeno C20). Por ultimo dos moléculas de geranilgeranil-PP cuando se condensan dan lugar a un FITOENO (tetraterpeno C40). A partir del fitoeno mediante unas reacciones de desaturación, por las desaturasas (para formar dobles enlaces), se forman los siguientes intermediarios: A partir de fitoeno se produce el fitoflueno, después se obtiene licoteno (pigmento del tomate) y finalmente por ciclación en los extremos del licoteno se obtiene el β y α CAROTENO.

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Licopeno β-caroteno

α-caroteno

Luteína

Mediante oxidación añadiendo hidroxilos en los extremos del β-caroteno, se obtienen las xantofilas fundamentales de las plantas supriores como son la zeaxantina, la anteraxantina, violaxantina y la neoxantina. A partir de estas xantofilas, concretamente la neoxantina, se va a obtener el ácido abscisico (ABA), que es una importante hormona antiestrés. A partir del α caroteno se obtiene la LUTEÍNA. La ruta de biosíntesis de los terpenoides es muy importante no solo por la síntesis de carotenoides sino también produce precursores implicados en la síntesis de hormonas como los ya comentados brasinoesteroides, las giberelinas y las citoquininas.

Otra ruta de síntesis en la que intervienen los terpenoides, es la de la clorofila ya que la cola fitol de la clorofila procede del geranil-PP tras una triple etapa de reducción con 3 NADPH para quitar los dobles enlaces.

Geranil-PP

Fitil-PP

7. Ciclo de las xantofilas: Los carotenoides, además de ser pigmentos accesorios que transfieren la energía que captan a las clorofilas para que se produzcan los fenómenos fotosintéticos, también tienen un papel fotoprotector, para evitar la fotoxidación de las clorofilas y que estas puedan dañar las membranas de los tilacoides y cloroplastos.

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! Cuando las clorofilas reciben la energía de un fotón pasan de un estado basal a uno excitado, donde su energía se usa para transferir electrones del par H2O/O2 al par NADP/NADPH. Esta energía es suministrada por los fotosistemas I y II, que la reciben d...