1. Factores que alteran los parámetros bioquímicos PDF

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FACTORES QUE AFECTAN A LOS RESULTADOS ANALÍTICOS SANGRE Muchos factores afectan a los resultados analíticos haciendo que el valor obtenido en el laboratorio sea discordante con lo que vemos en la clínica. En todos los casos, los datos obtenidos en laboratorio deben de ser concordantes con la clínica. Por ejemplo, si veo Htc de 5 % tengo que tener mucosa muy pálida. Ejemplo: Un yorki que había comido basura con vómitos agudos  gastritis aguda. Hacemos un hemograma para ver electrolitos: - Valor observado: o Un animal con un hematocrito de 28 % que no tiene las mucosas pálidas. o El plasma está hemolizado, por lo que el valor Htc es menor del real (valor falsamente disminuido). En realidad tiene un 38 %. El plasma está hemolizado, se le sacaba mal la sangre y estaba muy nervioso. o Si hubiéramos pedido fósforo y vemos que está elevado en la muestra de suero o plasma (y no hay ninguna justificación como fracaso renal), muy probablemente la muestra esta hemolizada. - Valor verdadero Htc: 38 %. La hemolisis es uno de los factores que más interfiere en el valor verdadero. Esto es debido a que se pueden cometer: - Errores preanaliticos: desde toma la muestra a llegada a laboratorio. Responsabilidad nuestra. - Errores analíticos: responsabilidad del laboratorio. Si es intraclínico hay que tener un buen programa de control de calidad que asegure que los resultados son los reales y verídicos - Errores postanalíticos: desde que se obtiene el valor hasta que llega al clínico. Si tienes laboratorio intraclínica y no tienes programa de control de calidad no tienes prueba de argumento de mala praxis profesional en caso de que se produzca.

Los errores analíticos se detectan si tienes un buen programa de control de calidad pero además también hay factores fisiológicos como: raza, edad y sexo o variaciones por administración de fármacos que también pueden variarlos. Si el resultado analítico y la clínica no cuadran hay que saber si han existido errores preanalíticos o analíticos y si hay algún fármaco que pueda interferir con los resultados. Los corticoides por ejemplo aumentan mucho la fosfatasa alcalina hasta 100 veces por encima del valor normal.

Errores preanalíticos, ¿qué hacemos mal? Muestras de sangre: es la que normalmente se extrae en la clínica. ¿Cómo evitar los errores analíticos? - Para sacar sangre el animal tiene que estar lo más tranquilo posible. Si se estresan mucho los animales, muchos parámetros se modificaran porque se libera adrenalina: o Leucocitos:  Perro: menor o igual 2 X N.  Gato: menor o igual 3 N. Neutrofilia madura (no hay neutrófilos en banda) porque la adrenalina hace que los leucocitos no se peguen al plus marginal de los vasos. o

Linfocitosis: SOLO EN GATO. En gatos jóvenes hay leucocitosis > neutrofilia. Nunca en perro.

o

Policitemia: por esplecnocontracción. Lo vemos en gatos jóvenes y sanos, si está muy enfermo no hay modificaciones tan relevantes que como si estuviera sano. Hiperglucemia.

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Estas son modificaciones transitorias: desaparecen con el tiempo cuando se tranquilice. -

Anotar en historia clínica con qué lo he sedado y cuánto tiempo ha pasado desde la sedación hasta toma de muestra de sangre, porque pueden tener efecto en el hemograma. Por ejemplo si metes acetilpromazina en 60 min estará anémico. Las anestesias y las sedaciones sufren cambios muy importantes sobre todo en hemograma.

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Antes de sacar la muestra hay que plantearse dos cosas: cuánta sangre sacar para lo que quiero pedir y en función de eso, con qué y dónde la saco. Si necesito extraer un gran volumen de sangre lo tengo que sacar de vaso de gran calibre (15 cm3) como la yugular. Hay que elegir correctamente el material extracción: puedo sacar sangre con sistemas de extracción por vacío Vacutainer, siempre que el vaso tenga un calibre por lo menos mediano (porque el tubo Vacutanier más pequeño es de 2 mm y hace vacío como una jeringa de 2 ml). Si tengo perro pequeño hace el vacío muy rápidamente y la vena se colapsa.

Los tubos Vacutanier se usan acoplados a una palomilla y un prolongador porque así no hay problemas aunque el animal mueva la pata pese a tener perros pequeños. Si la vena es de menor diámetro no conseguimos sacar suficiente sangre >>hemolisis. Para animales muy pequeños utilizamos una aguja de insulina de 25 G acoplada a jeringas que no hagan mucho vacío. Si la jeringuilla hace mucho vacío por mucho volumen las células de la sangre rebaten con las paredes y se rompen. Las agujas excesivamente gruesas hacen remolinos de sangre dentro de la aguja y las células no rebotan mucho contra las paredes, por lo que no por usar aguja más gruesa evitamos hemolisis. Si no usas bien el material y no adecuas la aguja y la jeringa al volumen que quieres extraer y al calibre de vena para evitar hemolisis que nos darán unos falsos resultados. -

No podemos mantener un torniquete durante más de 1 min porque si tenemos mucho tiempo interrumpido el retorno venoso hay un aumento de presión dentro de capilares, una salida de agua lo que provoca una concentración de la sangre (aumento de GR, de proteínas totales y de todas las moléculas unidas a proteínas o de gran peso molecular). Además con la sangre salen componentes de bajo peso molecular como el K que disminuye un 8% cuando se mantiene el torniquete más de 1 min. Hay que quitar el torniquete y recuperar el retorno venoso apretando la pata o flexionándola para hacer desaparecer el éstasis venosos y los efectos sobre composición de sangre.

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Nunca hay que extraer sangre extravasada (pinchas, sacas la aguja saliendo de la pared del vaso, provocas un hematoma y si sacas sangre de ahí obtienes tromboplastina tisular que hace que se produzca coagulación y además la muestras de sangre extravasada seguro que está hemolizada). En las muestras que se van a coagular muchas veces solo hay pequeños coágulos imperceptibles que son agregaciones de plaquetas. Son un problema porque no los podemos contar y algunos equipos de hematología confunden los agregados de plaquetas con GB.

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Se puede sacar sangre de los catéteres: acoplar la jeringa al catéter, sacar 3-4 cm de sangre y tirarlo al cubo de la basura, los siguientes cm3 de sangre deben sacarse con otra jeringa y pueden ser usados. La causa más frecuente de anemia en pacientes hospitalizados es iatrogénica al sacar repetidamente una muestra sangre para Htc, urea, hemograma, etc. No recomendable en pequeños animales (salvo en un Gran danés de 60 kg) pero sí en grandes animales. Si el catéter es un catéter venoso central puedo sacar sangre por el catéter porque la vía para sacar muestras no está contaminada con líquido de fluidos. Si el catéter es de una vena periférica, debemos usar una diferente a la utilizada para introducir fluidos para evitar contaminaciones. Si sacamos sangre es importante cerrar los fluidos y esperar 3-4 min a que se produzca la redistribución de todo el fluido que estamos poniendo si el caso clínico lo permite (si es shock hipovolémico no se puede).

¿Cómo evitar errores en el manejo de muestras de sangre una vez sacada? -

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Hay que ajustar correctamente el volumen de sangre al tubo con anticoagulante (AC): es crucial con EDTA pero no es tan importante en un tubo con heparina (perfil bioquímico). Por eso se suele rellenar primero el tubo con EDTA y luego el resto de tubos. Cuando se mete la sangre en el tubo hay que invertir el tubo varias veces para conseguir una buena mezcla de la sangre con el AC del tubo. Hay que comprobar la ausencia de coágulos invirtiendo el tubo. No introducir nunca sangre en un tubo que ya tiene sangre porque se va a hemolizar. Ej: saco 1’5 cm3 de sangre, se mueve y tenemos que volver a pinchar para sacar más sangre, esa sangre la introducimos en otro tubo.

¿Cómo evitar los errores en el manejo y conservación de muestras para hemograma? En exóticos se utilizan tubos de heparina para hacer hemogramas porque hay ciertas especies de aves y reptiles en las que se hemoliza la sangre al meterlo en un tubo con EDTA. En el resto de especies se puede hacer aunque no es lo ideal. Lo ideal es 1-2 mg/ml de EDTA 2K (peor 3K). Heparina (Na, K, Li): hay que analizar la muestra lo más rápido posible porque: - Conserva peor la morfología de los GB. - La tinción es peor: aparece un color azul el fondo de preparación. - No previene agregación plaquetaria. - Hay un falso aumento del Htc (aumenta el volumen de los GR). Hay que ajustar bien los tubos de EDTA: introducir siempre la sangre primero en tubo con EDTA (>1-2 mg/ml): - Crenación de eritrocitos con lo que se hacen más pequeños y disminuyen falsamente el Htc y el VCM.

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Hemolisis: interfiere en el plasma y da falsos valores. Volumen muestra hemograma: tubos de 0,5-1 ml. Para animales pequeños es suficiente para hacer hemograma y perfil bioquímico.

Las proteínas nunca hay que analizarlas en un tubo con EDTA sobre todo si no está perfectamente ajustado el tubo. Debido a que el EDTA es una sustancia interferente en refractometría que se utiliza para evaluar proteínas. Debemos analizar las proteínas en tubos con heparina. Si metemos mucha sangre y el EDTA es menor a 1-2 mg/ml: -

Riesgo de coagulación. Formación microcoágulos. Agregación plaquetaria.

Falsa disminución del número de proteínas / μL Falso aumento de GB (análisis hematológicos de impedancia).

Conservación de sangre para hemograma: Realizar el frotis sanguíneo lo antes posible, antes de 2 horas tras la toma de muestras. Aunque el EDTA conserva bien la muestra no permanecen intactas siempre. - Fijación en frotis antes de una hora: o Metanol (QP, GA): 2 min. o Fijador Diff Quik. - Tinción: o Wright. o Giemsa. o May-grunwald/Giemsa. o Diff Quick. Lo ideal es mandar al laboratorio un frotis bien hecho que esté fijado y el laboratorio se encargará de teñirlo (una vez fijado se puede teñir en cualquier momento porque las células están bien conservadas). Para hacer un frotis hay que quitar la aguja, poner una gota de la jeringa en un porta y hacer una extensión. En los gatos hay que hacer la extensión sin meter la sangre en EDTA. Hay situaciones donde la sangre para hacer frotis no tiene que estar en contacto con AC y es cuando sospechamos de un gato con Micoplasma haemofelis que produce anemia inmunomediada (Haemobartonella faelis) porque los micoplasmas se despegan de los hematíes y no se pueden reconocer en el frotis porque se pueden confundir con precipitado de colorante.

¿Cuándo tiempo se conserva tubo de EDTA? -

A 25ºC de temperatura ambiente lo ideal no conservarlo más de 4 horas porque a las 12 horas en los gatos disminuyen los GB y en los perros aumenta el VCM. En general si se conserva mucho tiempo aparece: agregación plaquetas, GB disminuyen y GR se hinchan.

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Si mantenemos la muestra a 4ºC podemos llegar a mantenerla 24 horas, solo se puede llegar a producir un ligero aumento de VCM que en casi ningún caso hace que se salga dentro de los valores de la especie.

El EDTA no impide al 100% que se agreguen las plaquetas. Si sospecho de trombocitopenia tengo que tener recuento de plaquetas.

Consejos para el recuento de plaquetas: -

Evitar excitación porque salen plaquetas de bazo. Punción venosa limpia: no sacar sangre extravasada. EDTA/citrato (este si inhibe totalmente agregación). Conservación (perro): lo ideal es hacer recuento lo antes posible pero sabemos que se conservan en perro: o 5-6 horas a temperatura ambiente. o 24 horas a 4ºC.  Con el tiempo hay aumento de VPM.

Gatos: En los gatos las plaquetas casi siempre salen bajas. Por lo que frecuentemente aparece una falsa trombocitopenia (83% de los hemogramas de gato tienen trombocitopenia) por dos motivos: - Si usamos analizadores de impedancia la plaqueta puede tener tamaño igual que los hematíes y son confundidos con ellos. El efecto sobre los GR es mínimo porque hay millones pero el efecto es las plaquetas es muy importante. - Además las plaquetas del gato se agregan muy fácilmente. Saber si tiene realmente trombocitopenia o no es fácil: hacer un frotis y ver si tiene agregados de plaquetas (se sitúan en la cola del frotis): - Si tiene agregados plaquetarios, no valoramos el recuento de plaquetas. - Si no, valoramos el recuento de plaquetas en la zona monocapa del frotis (células no superpuestas), para ello hay que contar las plaquetas en 10 campos, sacamos valor medio y lo multiplicamos por 15.000  el resultado son plaquetas / microlitro. Los valores normales de plaquetas del gato están entre 300.000 y 500.000 (habrá que encontrar unas 30 plaquetas por campo aproximadamente).

Si tenemos un paciente que está sangrando por trombocitopenia hay que hacer un frotis rápidamente para saber si la cantidad correcta de plaquetas. Un perro solo sangra con menos de 30.000 plaquetas (menos de 2 plaquetas por campo para que sangre). En la cola del frotis se encuentran las cosas que pesen más. En la base están todas las células solapadas y no se observa bien su morfología. La zona para valorar las células es la zona monocapa. En casos de anemias toda la preparación va a ser monocapa. Es importante que NO transcurra menos de 10 minutos entre la obtención de la muestra y su análisis para no alterar la fórmula leucocitaria. Por lo que debemos sacar la muestra, introducirla en un tubo con EDTA, dejarla por lo menos 10 minutos en el tubo y después analizarla.

¿Cómo evitar los errores en el manejo y conservación de muestras para hemostasia?: -

En un perro que sangra espontáneamente hay alguna alteración de la coagulación. Puede ser por: o Alteración en las plaquetas: lo más frecuente es un bajo número de plaquetas, ya que es raro que haya número normal y funcionen mal. o Alteración de factores de coagulación. o Activación de la fibrinólisis. o Lesión capilar.

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Nos tenemos que fijar mucho en cómo son las hemorragias: o A: Hay pequeñas hemorragias en:  La mucosa o piel con hemorragias pequeñas puntiformes (petequias).  Hay sangrado en la nariz con petequias en la mucosa nasal.  En orina o heces. Esto nos indica si hay alteración de las plaquetas (generalmente están en bajo número). Tenemos que hacer un frotis urgentemente para contar las plaquetas. o

B: Si tiene grandes hematomas o hemorragias en cavidades, el problema no es de plaquetas sino de alteración en factores de coagulación.

o

En una CID además de una alteración en las plaquetas y factores de coagulación hay una activación del sistema fibrinolítico.

o

La lesión en el capilar produce petequias también pero no hay trombocitopenia (se diagnostica diferencialmente de alteración por plaquetas).

Tiempos de coagulación: Si en la historia clínica aparecen grandes hematomas y pensamos en un trastorno de los factores de coagulación tenemos que ver el tiempo de coagulación. Para hacer el tiempo de coagulación hay que hacer 4 cosas: -

Evitar excitación.

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Hacer una punción venosa limpia ya que si no entra tromboplastina tisular en el vaso y se acelera la coagulación. Nunca hay que enviar la muestra si no estoy seguro que la he sacado completamente de la luz del vaso y no he pinchado la pared. Mínimo estasis venosos Evitar obtención en catéteres heparinizados. Evitar turbulencias con los sistemas de extracción.

Tiempo de coagulación activado: 1. Meto sangre en tubo con un machacado de diatomeas que activa coagulación. 2. Incubación a 37ºC durante 1 min. 3. Cada 30 segundos comprobamos si se han formado coágulos. El tiempo al cual se forma el primer coágulo es el TC activado. El inconveniente es que para encontrarlo tiene que haber menos del 90% de actividad y factores de vía intrínseca y común de coagulación. Por lo que es poco sensible. Si el animal viene sangrando mucho no hace falta hacer esta prueba porque ya lo estamos viendo. Tiempo de protrombina (TP) y tiempo de trombina (TT). Tiempo de tromboplastina parcial activado (TTPA). Hay que ajustarlo perfectamente: - Citrato sódico (0,11 mol/L)  9:1. - Para calcular el TC es muy importante que la cantidad de sangre adicionada al tubo sea la correcta porque se afectan mucho TC. o Con un menor volumen de muestra hay un exceso citrato y se produce una prolongación falsa de TC. o Con un mayor volumen de muestra hay un defecto de citrato y aparece un acortamiento falso de TC. - Htc > 55 % (exceso citrato) o Vol citrato (ml) = 0,002 x (100 – Htc) x Volumen de sangre a extraer. Conservación de las muestras para el T. de coagulación: - < 30 min post TM para evitar que el plasma no tenga plaquetas. - Centrifugar a 2500-3000 rpm durante 15 min. - Utilizar un tubo de plástico porque si no los factores de coagulación se pegan al vidrio ¿?? CREO QUE ES AL REVÉS - Conservación plasma citratado canino: o Refrigeración: o Congelación (es lo ideal):  4ºC: 24 h.  24ºC: 3 meses.  Tº ambiente: 48 h.  74ºC: 18 meses. - Modo de preparación: Separar el plasma citratado, meterlo en un tubo de plástico, congelarlo y mandar al laboratorio las muestras de plasma citratado congelado (cuidado de que no se descongelen en el transporte, para eso hay packs de frío donde se meten las muestras). - No emplear muestras hemolizadas.

¿Cómo evitar errores en manejo y conservación de muestras para perfil bioquímico? En suero o plasma. Suero: -

Nunca utilizar tubos de plástico porque se pegan los coágulos a la pared de tubo y la tendencia de hemolisis es muy alta. Lo ideal son tubos de vidrio con paredes siliconizadas (tubos Vacutainer).

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Hay que sacar la muestra, meterla en un tubo sin AC y mantener el tubo en vertical y a temperatura ambiente (nunca en frigorífico porque la muestra se hemoliza) durante 30-40 minutos hasta que salgan primeras gotas de suero en s2 (lo ideal es que el suero no esté más de 2 horas en contacto con el coágulo porque los compuestos de dentro de los GR pasan al suero). Centrifugarlo a 2500-3000 rpm durante 5-10 min. Rendimiento: Htc 40-45 % >> 30-35 %.

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Plasma: -

Fluoruro de Na, utilizado para conservar la glucosa: o 24 horas a temperatura ambiente. o 48 horas a 4ºC.

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Para que tenga glucosa intacta puedo hacer dos cosas: o Meterlo en tubos con fluoruro sódico. o Centrifugar la muestra y separar el plasma de las células, así las células no consumen glucosa.

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Se desaconseja el uso de fluororo sódico a no ser que se hable con el laboratorio: o FlNa interfiere pruebas bioquímicas. o Hemolisis de la muestra. o Interfiere técnica para determinar glucosa.

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Lo mejor para determinar la glucosa es tener un glucómetro (es barato).

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Heparina Li (20 U/ML): nunca de Na porque interfiere en determinaciones. o Equilibrada. o Ionograma (Ca iónico). o Equipos de urgencias. o Gasometria.

Conservación de suero/plasma – perfil bioquímico: En general a temperatura ambiente casi todos parámetros aguantan 1 día. A 4ºC, 7 días y a - 20ºC por lo menos un mes. Los iones y los minerales son los parámetros más estables.

Guardar alícuotas (si nos sobra muestras) en congelación para evitar la hemólisis. Si hay hemólisis se produce una interferencia y aparece un falso aumento de: - K en el caballo, vaca y los perros asiáticos como Akita Inu (en el resto de los perros no ocurre porque los perros no asiáticos tienen el nivel de K intraeritrocitario exactamente igual al extraeritrocitario). - Mg. - AST. - Zn. - Fósforo. - Además la hemólisis interfiere en muchas pruebas analíticas.

Evitar lipemia postpandrial: -

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Hemolisis: 12 h; 4ºC. Variaciones postpandriales: o Glucosa y TG. o Ácidos biliares. o Colesterol. o Fósforo. Si se sospecha de lipemia pospandrial hay que meter el suero en la nevera hasta el día siguiente. Esta prueba me permite saber si es lipidemia exógena (pospandrial) o endógena (Cushing ). o Si es lipidemia posprandial los lípidos suben arriba y ...