Guía Chromas Pro PDF

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Tutorial detallado que permite el uso del Software genético Chromas Pro. ...

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Universidad Autónoma de Baja California Sur Área de Conocimiento de Ciencias del Mar y de la Tierra Departamento Académico de Ciencias Marinas y Costeras Análisis genético Práctica #2 “ChromasPro”

Previo a la práctica se descargó el programa ChromasPro en el link de descarga https://technelysium.com.au/wp/chromaspro/. Una vez abierto el programa, se procedió a abrir una ventana para llevar a cabo la secuenciación utilizando la sección “File” en la barra de tareas, desplegando una ventana de opciones donde se da click en “New” y finalmente se selecciona la opción “Sequencing Project” (Figura 1) y se despliega la ventana para secuenciar (Figura 2).

Figura 1. Pasos para abrir la ventana de secuenciación.

Figura 2. Ventana de secuenciación abierta.

Posteriormente mediante la opción “Add Files” (Figura 3) se despliega la ventana donde se da la opción de cargar los archivos desde tu computadora (Figura 4). De manera consecuente se pulsa el botón “Abrir”, cargándose los archivos en la ventana para secuenciar (Figura 5).

Figura 3. Opción “Add Files” para cargar archivos.

Figura 4. Ventana para cargar las carpetas desde la computadora.

Figura 5. Archivos de secuenciación cargados.

Una vez cargados se buscaron las secuencias complementarias (Forwards y

Reverse). Para el caso del ejemplo, primero se trabajó con la secuencia de nombre ER51 (Figura 6).

Figura 6. Selección de la secuencia ER51.

Después de seleccionar el archivo ER51 o ER51_C07_c.ab1, se da doble click y se despliega una ventana con la secuencia de bases diferenciando una de la otra por su respectiva inicial además de un color diferente para cada una (Figura 7). Las bases que no llegan a ser reconocidas por el programa son marcadas con una “N”. (Figura 7).

Figura 7. Secuencia de bases desplegada al seleccionar un archivo.

Dichas bases al no ser reconocidas se deben borrar de forma manual utilizando la tecla “Supr” obteniendo como resultado una secuencia sin estos errores (Figura 8).

Figura 8. Secuencia sin errores marcados como “N”.

Por otro lado una forma más mecanizada de revisar las tripletas de bases es utilizando la opción marcada como “Show Sequence Editor” (Figura 9), desplegando una ventana con el listado de bases de manera sintetizada (Figura 10).

Figura 9. Selección de la opción “Show Sequence Editor”.

Figura 10. Ventana con las tripletas de bases sintetizadas. Dando por concluida esa parte, se procede a buscar la secuencia complementaria (Forward

y

Reverse)

correspondiente

al

archivo

utilizado

anteriormente

(ER51_C07_c.ab1), el cual sería ER64_H08_c.ab1 (Figura 11)

y en donde se

efectuó el mismo procedimiento (Figura 12).

Figura 11. Archivo complementario: ER64_H08_c.ab1 seleccionado.

Figura 12. Ventana desplegada al dar click sobre el archivo ER64_H08_c.ab1, listo para editar y repetir proceso. Una vez editadas ambas cadenas complementarias (Forward y Reverse) se selecciona cada una utilizando la tecla “Ctrl” (Figura 13) y la opción “Assemble

Selected” desplegada de la pestaña “Project” en la barra de tareas (Figura 14).

Figura 13. Selección de las secuencias mediante tecla “Ctrl”.

Figura 14. Pestaña “Project” con la opción “Assemble Selected” seleccionada. Después de llevar a cabo el ensamblaje se creó un contig denominado “Contig 1” (Figura 15) del cual se abrió una ventana en donde se observan las secuencias emparejadas pero de forma sobrepuesta, permitiendo comparar tanto los Reverse como Forward para la detección de errores y su correspondiente corrección (Figura

16).

Figura 15. Contig 1 seleccionado.

FIgura 16. Secuencias emparejadas de forma sobrepuestas. En este caso los errores se marcan con un recuadro negro y dentro una letra blanca. Una vez detectado se procede a su corrección (Figura 17).

Figura 17. Error resaltado con un recuadro negro. Después de corregir los errores, se utilizó la opción ““Assemble All” (Figura 18) para agrupar las secuencias.

Figura 18. Selección de la opción “Assemble All”.

Ya que se agruparon, se creó un “Contig1” (Figura 19) al cual se le da doble click y arroja una ventana donde se pueden comparar todas las secuencias (Figura 20).

Figura 19. Agrupación de las secuencias creando un “Contig1”

Figura 20. Comparación de las secuencias agrupadas.

Una vez de finalizar el proceso se pueden utilizar las diferentes herramientas como es el caso de la opción desplegada de la pestaña “Analysis” llamada “Contig Map” (Figura 21).

Figura 21. Opción “Contig Map” seleccionada.

Figura 22. Resultado del uso de la opción “Contig Map”.

Al igual que en punto anterior otra herramienta es la utilización de la opción “BLAST Search” (Figura 23), arrojando una ventana emergente en donde no se realiza modificación alguna y se le da click en “Send” (Figura 24).

Figura 23. Selección de la opción “BLAST Search”.

Figura 24. Ventana emergente antes de dar click en “Send”.

Ya que se da click en “Send”, se abre una pestaña en el navegador que nos lleva al sitio web de BLAST, específicamente a un tipo “formulario” en donde se le da click en “View report” (Figura 25).

Figura 25. Formulario de la página BLAST. De manera consecuente BLAST arroja los resultados en los cuales se obtienen los organismos con un mayor grado de afinidad con relación a las secuencias trabajadas (Figura 26 y 27).

Figura 26. Resultados arrojados por la página BLAST.

Figura 27. Listado de especies con mayor afinidad con relación a las secuencias editadas

Otra opción más es utilizar la opción “Show Point/Frameshift Mutations” (Figura 28) con el fin de ver las mutaciones de manera puntual (Figura 29).

Figura 28. Selección de la opción “Show Point/Frameshift Mutations”.

Figura 29. Mutaciones puntuales en las secuencias editadas.

Como penúltima herramienta se utiliza la opción denominada “Restriction Map” marcado con un icono (cadena rompiéndose) debajo de la barra de tareas. Una vez que se da click se despliega una ventana donde se selecciona la opción “All enzymes in this group” y nuevamente se da click en el botón “OK” (Figura 30)

Figura 30. Ventana para seleccionar la opción “All enzymes in this group”. Como resultado se obtiene un mapa de las enzimas de restricción (Figura 31).

Figura 31. Mapa de las enzimas de restricción. Como último recurso tenemos la opción “ORF Map”, la cual se activa al dar click en tercer icono de derecha a izquierda y debajo de la barra de tareas, arrojando una ventana y posteriormente se le da click en el botón de “OK” (Figura 32).

Figura 32. Ventana y botón de “OK”. Como último tenemos el mapa donde los rectángulos de colores representan las regiones candidatas a ser decodificadas (Figura 33). Este programa da la modalidad de descarga en formato FASTA y abrir las lecturas en el programa de preferencia.

Figura 33. Mapa con las regiones decodificables....