Informe N°1 - Colorantes básicos y ácidos PDF

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Colorantes básicos y ácidos, así como también coloraciones especiales empleadas en muestras y cultivos microbiológicos....

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UNIVERSIDAD PRIVADA SAN JUAN BAUTISTA FACULTAD DE MEDICINA HUMANA ESCUELA PROFESIONAL DE MEDICINA HUMANA

INFORME DE MICROBIOLOGÍA

- Investigar y describir 5 colorantes básicos y 5 colorantes ácidos. - Investigar y describir sobre una coloración especial que no haya sido mencionada en clase PRESENTADO POR LA ESTUDIANTE: Heredia Díaz Rosa Cristina

Turno: MA Docente: José Buendía

2020

I.

Investigar y describir 5 colorantes básicos y colorantes ácidos. 1. Colorantes ácidos 1.

Fucsina ácida. - Es un colorante de triarilmetano que, entre otros usos, se emplea en tinciones trícromas de tejido conjuntivo

según

Mallory

y

van

Gieson.

Mallory

ha

desarrollado una tinción para representación del tejido conjuntivo de colágeno, que ha sido modificada y mejorada. Permite

una

buena

diferenciación

de

los

diversos

componentes del tejido. 2.

Tricrómico de Masson. - Está indicado para la tinción de tejido conjuntivo. Colorea gametos, núcleos, neurofibras, neuroglias, colágeno y queratina, permite visualizar claramente las fibras de colágeno tipo I que forman fibras gruesas o haces, diseñados para dar resistencia.

3.

Eosina. - Se une a elementos del citoplasma y de la matriz extracelular. Se pueden usar tres tipos de eosina: eosina amarillenta (CI 45380), eosina azulada (CI 45400) y eosina soluble en alcohol (CI 45386). La primera es la más usada.

4.

Naranja G.- También conocida como Naranja Gelb, es un valioso colorante azoico sintético utilizado en numerosas formulaciones

de

tinción,

principalmente

en

técnicas

histológicas. Su uso principal se encuentra en la tintura OG-6 Papanicolaou usada en la coloración de la keratina, sin embargo, también es uno de los componentes principales usados en la tintura de los test de polen.

5.

Rojo Congo. -

Se trata de un kit de tinción listo para el

uso que, junto con otros materiales de diagnóstico in vitro pertenecientes

a

nuestra

cartera,

hace

evaluables

determinadas para el diagnóstico estructuras de destino (mediante fijación, inclusión, tinción, contratinción, montaje) en material de examen histológico, como pueden ser cortes histológicos p. ej. del riñon, del intestino o del hígado. El presente Kit de tinción de Rojo Congo - kit para identificación de amiloide según Highman contiene todos los reactivos necesarios para la tinción de amiloide en tejidos histológico.

2. Colorantes básicos 1.

Verde de metilo. - El verde de metilo pertenece al grupo de los colorantes de trifenilmetano. El verde de metilo se usa juntamente con pironina G en un método de una etapa para tinción de ADN (verde) y ARN (rojo). El verde de metilo se usa también como contratinción en otros métodos, como p. ej. para visualizar actividades enzimáticas con sales de diazonio.

2.

Azul de metileno. - Es el colorante de contraste en la técnica de

coloración de Ziehl Neelsen (tinción específica para teñir

bacterias

ácido-alcohol

resistente).

Ej: Mycobacterium

tuberculosis y Mycobacterium leprae. Todo lo que no es ácido-alcohol resistente se decolora con el alcohol ácido y se contra tiñe con el azul de metileno. También se usa como único colorante (coloración simple) para la observación de bacterias y hongos.

3.

Pironina G. - La pironina G pertenece al grupo de los colorantes de xanteno. La pironina G se usa juntamente con verde de metilo en un método de una etapa para tinción de ADN (verde) y ARN (rojo). La pironina Ges descrita también en la flujocitometría como colorante para visualización de ARN y de ADN.

4.

Safranina O. - La tinción de safranina O es de contraste, ya que se usa para diferenciar una estructura celular previamente teñida con otro colorante. Se utiliza en distintas técnicas histológicas que detectan células enterocromafines del tracto gastrointestinal, el protoplasma y núcleo de microorganismos patógenos. Este colorante también se ha convertido en una guía básica en la identificación de procesos degenerativos como la osteoartritis, debido a que la safranina O se une por cargas a los grupos carboxilo y a los grupos sulfato (ambos con carga negativa) de los glicosaminoglicanos (GAGs), los cuales abundan en la matriz extracelular del cartílago articular.

5.

Cristal violeta. - Atraviesa la envuelta celular y se acumula en el citoplasma. Para facilitar la diferenciación se mezcla lugol con cristal violeta: el complejo cristal-violeta-lugol precipita. Así el lugol dificulta la salida del cristal violeta de ambos tipos de células, pero es más fácil de extraerlo de las Gram negativas que de las Gram positivas.

II.

Investigar y describir sobre una coloración especial que no haya sido mencionada en clase

TINCIÓN DE ESPORAS DE WIRTZ-CONKLIN

INTRODUCCIÓN La tinción de esporas de Wirtz-Conklin está clasificada dentro se las tinciones estructurales, debido a que, como su mismo nombre lo dice, destaca las endoesporas bacterianas; las mismas que serán sometidas a un proceso complejo por su situación en el interior del cuerpo celular y por su estructura con varias cubiertas impermeables. Por ello, se requieren tinciones con calor para favorecer la penetración de los colorantes. FUNDAMENTO DEL MÉTODO. - Teñir endosporas bacterianas es muy complicado por su situación y su estructura. Para ello vamos a utilizar un colorante en caliente, verde malaquita al 5%, para facilitar la penetración del colorante en el interior de las esporas y usaremos un colorante de contraste, safranina al 0,5% para teñir el resto de bacterias (Bacilos que no hayan espurulado). Como resultado observaremos las esporas de color verde y los bacilos sin espurular de color rosa. MATERIALES.  Papel de filtro  Mechero Bunsen  Portaobjetos  Asa de siembra de platino  Pipeta Pasteur  Gradilla

 Rejilla metálica  Pinza de madera  Vaso de precipitado  Torunda con algodón y gasa  Tubo con muestra ESP1, ESP2, 2 y 9.  Microscopio óptico

REACTIVOS      

Verde malaquita al 5% Safranina al 0,5% Suero fisiológico Agua destilada. Agua Alcohol 96%

PROCEDIMEINTO 1. Encendemos el mechero Bunsen para tener un área de trabajo estéril, para poder esterilizar el asa de siembra y para poder fijar la muestra. 2. Sobre el portaobjetos ponemos una gota de suero fisiológico y la muestra cogida con el asa de siembra, previamente esterilizada y enfriada antes de coger la muestra.

3. Realizamos la extensión con el asa de siembra y una vez hayamos acabo la esterilizamos con la llama.

4. Fijamos con la llama del mechero Bunsen.

5. Preparamos la rejilla sobre el fregadero y colocamos sobre ella las muestras. 6. Antes de empezar con la tinción preparamos la torunda con el algodón y las gasas y la empapamos con alcohol 96%.

Realizaremos la tinción 7. Cubrir con Verde malaquita al 5% durante 5 minutos y pasamos por debajo de los portaobjetos con el colorante la torunda encendida y tiene que emitir vapores durante los 5 minutos. Tras ese tiempo decantamos y lavamos con agua destilada.

8. La torunda la apagamos en un vaso con agua. Es importante tener dos vasos de precipitado, bien rotulados, separados, uno con agua y otro con alcohol.

9. Cubrimos la preparación con Safranina durante 2 minutos, decantamos y lavamos con agua destilada.

10. Lo dejamos secar y lo observamos en el microscopio óptico.

RESULTADOS Al observar todas las muestras al microscopio óptico vemos que todas son bacilos que han espurulado ya que se ven de color verde.

BIBLIOGRAFÍA -

Díaz R Gamazo C y López Goñi I. 1999. Manual práctico de microbiología. Edición Masson. Recuperado de: http://www.fcn.unp.edu.ar/sitio/microgeneral/wpcontent/uploads/2017/02/03-COLORACIONES.pdf

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Ortega M. 2009.Tinción y observación de microorganismos. Universidad Tecnologica Nacional. Recuperado de: https://www.frro.utn.edu.ar/repositorio/catedras/quimica/5_anio/biotecnologi a/practico4.pdf....