Citoscheletro, tonofilamenti di cheratin PDF

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In alto: tonofilamenti di cheratina evidenziati in una cellula epiteliale con un anticorpo fluorescente anti-cheratina In basso: classificazione morfo-funzionale dei filamenti citoscheletrici

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I tre tipi principali di filamenti proteici che formano il citoscheletro

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a: micrografia elettronica (42000x) di microtubuli, osservati con la tecnica dell’ombreggiatura b: micrografia elettronica (42000x) di microtubuli in sezione trasversale; inserto: singolo microtubulo (380000x) c: formazione e assemblaggio degli eterodimeri di tubulina d: struttura primaria della alfa- e beta-tubulina

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Modello di assemblaggio (a) e cinetica della polimerizzazione di eterodimeri di tubulina nella formazione di un microtubulo in vitro (b)

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La subunità di ciascun protofilamento (B) è un eterodimero di tubulina (A). Il microtubulo (C) è un tubo cavo rigido formato da 13 protofilamenti allineati in parallelo. In (D) ed (E), micrografie elettroniche di un microtubulo in sezione longitudinale (D) e trasversale (E)

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Assemblaggio e disassemblaggio in vitro di eterodimeri di tubulina alle estremità di un microtubulo e distinzione delle estremità (+) e (-) (plus e minus end)

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a: relazione tra polimerizzazione e depolimerizzazione alle estremità di un microtubulo e concentrazione degli eterodimeri liberi di tubulina b: flusso (“treadmilling”, “mulinello”) in vitro di eterodimeri di tubulina (evidenziati in colore viola) in un microtubulo alla concentrazione critica

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associazione e dissociazione di eterodimeri alle estremità di un microtubulo, in condizioni diverse, entro un sistema acellulare

associazione e dissociazione di eterodimeri alle estremità di un microtubulo, in condizioni diverse, entro un sistema acellulare

a: andamento dei fenomeni complessivi di polimerizzazione e depolimerizzazione di un microtubulo in rapporto alla concentrazione della tubulina libera b: polimerizzazione di tubulina

nucleata da complessi ad anello di γ-tubulina (γ-TuRC). (A): Modello per la nucleazione della crescita dei microtubuli da parte di γ-TuRC; (B): micrografie elettroniche di complessi ad anello di γ-tubulina (in alto) e di microtubuli nucleati a partire da complessi ad anello di γ-tubulina (in mezzo ed in basso)

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A: il centrosoma è il centro organizzatore dei microtubuli cellulari (MTOC) B: dal centrosoma i microtubuli si irradiano distalmente, con tutte le estremità (+) da parte

opposta rispetto al MTOC In basso, da sinistra a destra: micrografia elettronica di un centrosoma, in cui si osserva un centriolo sezionato trasversalmente (a sinistra); ricostruzione schematica del centrosoma e del centriolo in sezione trasversale; micrografie elettroniche di un centriolo in sezione trasversale e di due coppie di centrioli che stanno separandosi, dopo la duplicazione del centrosoma, in una cellula in procinto di dividersi

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a: instabilità dinamica come conseguenza della presenza o assenza di un cappuccio di GTP b: il cappuccio di GTP favorisce l’allungamento del

microtubulo, mentre la sua mancanza ne provoca la depolimerizzazione “catastrofica”

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A, B: rapporto tra fenomeni di polimerizzazione alle due estremità di un microtubulo e le loro concentrazioni critiche. In (B) sono indicate le condizioni che determinano il

“mulinello” nei microtubuli studiati in un sistema acellulare (in vitro) In basso: determinismo dell’instabilità dinamica, tipica dei microtubuli esaminati nell’ambiente cellulare (in vivo)

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Instabilità dinamica dovuta alle differenze strutturali fra un’estremità in crescita ed una in accorciamento di un microtubulo. A: andamento dell’instabilità in caso la

concentrazione di tubulina libera sia compresa tra i valori di concentrazione critica delle due estremità, con conseguenti transizioni del microtubulo tra uno stato di crescita ed uno di accorciamento. B: modello per giustificare le conseguenze dell’idrolisi del GTP sulla struttura di un microtubulo. C: ricostruzione schematica e micrografie elettroniche degli eventi in un microtubulo in cui il cappuccio di GTP è presente o assente

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In alto : modalità di associazione di una MAP con funzione stabilizzante ad alcuni

eterodimeri di un protofilamento In basso: modalità di interazione tra la MAP2 (A) e la proteina tau (B) con un microtubulo e relative micrografie elettroniche che mostrano la spaziatura omogenea dei microtubuli interessati dal legame

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A: struttura molecolare e micrografie elettroniche della chinesina B:

struttura molecolare e micrografie elettroniche della dineina

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Motori molecolari dei microtubuli: modalità di legame tra chinesina e dineina con

un microtubulo (A, B) e trasferimento di un carico lungo il microtubulo, in direzioni opposte a seconda che intervenga l’una o l’altra proteina motrice (in basso)

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a, d: trasferimento di una vescicola lungo un microtubulo, mediato dalla dineina (a) o dalla chinesina (d) b, c: scorrimento (“sliding”) di due microtubuli conseguente all’attivazione di un ponte di dineina

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a: epitelio di rivestimento cilindrico pseudostratificato ciliato b, c: schemi della struttura e delle parti di un CIGLIO: assonema (A), piastra basale (B), corpuscolo basale (C), radici ciliari (D) d: micrografia elettronica di assonemi di ciglia di una cellula tagliati trasversalmente. E’evidente la struttura 9+2

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A: disposizione dei microtubuli nell’assonema di un ciglio o di un flagello ( struttura 9+2)

vista in una ricostruzione schematica (a), con una singola coppia periferica messa in evidenza sulla destra, ed al microscopio elettronico, in sezione trasversale (b) B: micrografia elettronica e schema di un tratto di una coppia periferica di microtubuli ciliari, da cui si rileva la disposizione longitudinale dei bracci di dineina che emanano dal microtubulo A e dei filamenti di nexina che tengono unite le coppie periferiche di microtubuli assonemali

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Ricostruzione tridimensionale schematica: -(A) un tratto dell’ assonema ; -(B)

dell’assonema e della zona del corpuscolo basale (b), con relativa micrografia elettronica (a)

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A: micrografie elettroniche (a) e ricostruzione schematica (b) del corpuscolo basale di un ciglio B: micrografia elettronica (a) e ricostruzione schematica (b)

dell’assonema e del corpuscolo basale di un ciglio

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Ricostruzione delle fasi (a) e immagini al microscopio elettronico a scansione di

superfici ciliate con ciglia in movimento (b) o ferme (c)

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“Sliding” (scorrimento) di due microtubuli determinato da un ciclo di funzionamento di un ponte di dineina

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a: lo scorrimento di un ponte di dineina tra due coppie periferiche ciliari b: rapporti tra dineina ciliare e microtubulo A dell’assonema, ricostruito in schema (A) e visti al microscopio elettronico (B) c: effetto di piegamento dovuto allo sliding dei microtubuli ciliari in quanto bloccati con il loro terminale (-) sul corpuscolo basale, delle cui triplette costituiscono due membri

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A, B: immagini ultrastrutturali di filamenti intermedi in visione longitudinale C:

micrografia elettronica di neurotubuli e neurofilamenti, in sezione trasversale, nel citoplasma di un neurone

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Proteine dei filamenti intermedi (in alto) Confronto tra le molecole che formano i vari

tipi di filamenti intermedi (in basso)

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a, b: formazione di dimeri e tetrameri (protofilamenti) nella polimerizzazione dei filamenti intermedi (a sinistra) a-e: tappe successive della polimerizzazione dei

filamenti intermedi (a destra)

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Modello di polimerizzazione dei filamenti intermedi

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Polimerizzazione dei filamenti intermedi: dalla formazione di dimeri (B) e tetrameri (C) a partire dal monomero (A), fino alla aggregazione longitudinale di tetrameri (D) e la produzione di un cordone a 32 capi (E)

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Filamenti actinici (o microfilamenti) evidenziati con anticorpi anti-actina al microscopio ottico (a), al microscopio elettronico (b) ed in visione schematica come successione di molecole di G-actina che polimerizzano a formare un filamento di Factina (c)

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In alto: molecola di G-actina (A), legame actina-ATP (b), filamento actinico organizzato (c, d) In basso: effetti del legame dell’actina con ATP o ADP e del blocco della polimerizzazione causato dall’interazione con proteine specifiche

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Molecola di G-actina (A) e sua polimerizzazione in un filamento actinico (B), di cui in (C) si individua l’ultrastruttura In basso: polimerizzazione dell’actina ed effetti dell’utilizzo di un “innesco” sulla velocità di nucleazione

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a: cinetica della polimerizzazione di un filamento actinico b: rapporto tra fenomeni di

polimerizzazione e depolimerizzazione alle estremità di un filamento actinico e concentrazione di actina monomerica, in un sistema acellulare c: mulinello alla concentrazione critica del filamento actinico

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Proteine che legano l’actina e loro effetti (a sinistra). Visualizzazione di alcuni effetti (a destra)

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(a): ricostruzione dell’organizzazione strutturale (A) e micrografie elettroniche (B, C) di microvilli; (b) micrografia elettronica della porzione apicale di una cellula assorbente dell’intestino tenue , con i filamenti actinici della trama terminale che danno ancoraggio ai microfilamenti assili dei microvilli e si ancorano a loro volta sulle placche dense delle fasce di adesione

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Organizzazione dei microvilli (a sinistra) ed effetti dipendenti dalla concentrazione di ioni Ca++ sull’attività di proteine che legano l’actina a livello della trama terminale

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In alto: ricostruzione schematica degli effetti di α -actinina e fimbrina sulla formazione di fascetti di filamenti actinici (A); immagine ultrastrutturale di molecole di α-actinina (B) In basso: effetti dell’interazione di filamenti actinici con la filamina e la gelsolina

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Miosina II: struttura molecolare (in alto) Confronto tra la struttura della miosina I e quella della miosina II (in basso)

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Struttura della molecola di miosina II (a sinistra) e del suo frammento S1 (a destra)

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Miosina II: ultrastruttura al TEM (a), ricostruzione schematica (b) ed organizzazione in miofilamenti spessi negli elementi cellulari del tessuto muscolare striato (c)

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Il ciclo di cambiamenti strutturali attuati dalla miosina per determinare lo spostamento di un filamento actinico nella direzione dell’estremità (-) di quest’ultimo

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Meccanismo della contrazione nel tessuto muscolare striato: A sinistra, in alto: modello di contrazione del sarcomero basato sullo scorrimento dei miofilamenti sottili su quelli spessi (modello secondo Huxley) In basso, a sinistra: organizzazione del sarcomero in condizioni di riposo, di stiramento e di contrazione A destra, dall’alto: schema dell’organizzazione del sarcomero in condizioni di riposo, con sezioni trasversali a vari livelli, per illustrare la disposizione geometrica dei miofilamenti spessi e sottili; variazioni che intervengono nella lunghezza ed organizzazione del sarcomero durante la contrazione: si avvicinano le linee Z, si riduce l’ampiezza delle semibande I e della banda H, mentre le banda A nel suo insieme rimane di lunghezza costante

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Struttura della miosina in cellule non muscolari e passaggio dalla forma inattiva a quella attiva (A), con formazione di un piccolo filamento bipolare. In (B) ultrastruttura di molecole di miosina in cellule non muscolari

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Regolazione della contrazione nelle cellule non muscolari ed in quelle del tessuto muscolare liscio

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